Инфекции кровотока во многих странах мира являются одной из наиболее распространенных форм инфекций, связанных с оказанием медицинской помощи. Основное количество инфекций кровотока возникает у пациентов, находящихся на стационарном лечении в специализированных отделениях: гематологии, онкологии, кардиохирургии, реанимации и интенсивной терапии, ожоговые отделения. Срок госпитализации пациентов в связи с развитием инфекций кровотока может удлиняться на 7-14 дней, а смертность пациентов с данной патологией составляет 14-38% [1]. Этиология инфекций кровотока претерпела в последние годы значительные изменения. Возможно, это связано с увеличением использования инвазивных лечебно-диагностических процедур и иммуносупрессивных препаратов, преобладанием среди пациентов людей пожилого возраста, а также появлением множественной устойчивости микроорганизмов к антибактериальным препаратам [2-4].
В клинической практике наибольшую актуальность приобретает микробиологическое исследование крови на стерильность. Гемокультивирование - широко используемый диагностический метод для выявления бактериемии и фунгемии. Это наиболее важный способ диагностировать этиологию инфекции кровотока и сепсиса. Положительная гемокультура либо устанавливает, либо подтверждает инфекционную этиологию заболевания, а также позволяет определить антибиотикочувствительность возбудителя, способствуя оптимизации антибиотикотерапии. Ранняя идентификация патогена в крови может быть критическим этапом для обеспечения адекватной терапии, а как можно более раннее начало эффективной антибиотикотерапии имеет большое значение для лечения заболевания [5, 6]. Обеспечение адекватной антимикробной терапии в течение первых 24-48 ч приводит к снижению летальности, сокращению сроков госпитализации, снижению риска возникновения антибиотикорезистентности, снижению затрат на проводимую диагностику и лечение [7-9].
Используют автоматизированные методы гемокультивирования. Классическая (традиционная) методика предполагает использование бифазных систем, состоящих из жидкой питательной и плотной агаровой среды, прикрепленной к стенке флакона. Для этих методик характерны низкая чувствительность и длительное время, необходимое для обнаружения положительных гемокультур, что обусловлено неоднозначностью и сложностью визуальной оценки. Преимуществом автоматического метода гемокультивирования является непрерывный контроль роста микроорганизма. Если при традиционном бактериологическом исследовании оценка микробного роста проводится 1 раз в сутки, в автоматических анализаторах - каждые 10 мин [10].
Цели исследования - оценить этиологическую структуру инфекций кровотока при различных патологических состояниях и определить чувствительность их возбудителей к антибактериальным средствам.
Материал и методы
В мультицентровое клиническое исследование включено 9 многопрофильных лечебно-профилактических организаций Гомеля. В перечень профилей стационарных отделений входили онкологическое, кардиохирургическое, неврологическое, хирургическое, урологическое, ожоговое отделения, отделение реанимации и интенсивной терапии. На протяжении 5 лет (январь 2016 г. - декабрь 2020 г.) на базе микробиологической лаборатории ГУ "Гомельский областной центр гигиены, эпидемиологии и общественного здоровья" было выполнено 5892 исследования крови на стерильность. Посев крови проводили от пациентов с клиническими симптомами, указывающими на наличие инфекции кровотока: лихорадка неясного генеза (>38 °С) или гипотермия (<36 °С), озноб, тяжелые локальные инфекции (пневмония, эндокардит, пиелонефрит, гнойные интраабдоминальные процессы и др.), патологическое повышение частоты сердечных сокращений, низкое или повышенное артериальное давление, повышенная частота дыхания.
Исследование классическим бактериологическим методом выполняли с использованием двухфазной системы HiCombi (HiMedia, Индия), состоящей из 20 мл агара и 40 мл бульона, либо с использованием автоматического гемокультиватора "BacT/ALERT 3D" (bioMérieux, Франция), флаконы с активированным углем BacT/ALERT FA, FN, PF. Посев крови во флаконы и инкубацию проводили в соответствии с инструкциями производителей. Идентификацию выделенных гемокультур и определение их чувствительности к антибактериальным препаратам осуществляли с использованием автоматического микробиологического анализатора "VITEK 2 Compact" (bioMérieux, Франция). Дополнительно для идентификации использовали ручные коммерческие тест-системы API 20E для энтеробактерий и API 20NE для грамотрицательных неферментирующих бактерий (bioMérieux, Франция).
При статистической обработке результатов исследования рассчитывали экстенсивный показатель.
Результаты и обсуждение
Из 5892 проведенных исследований 5049 (85,7%) были выполнены классическим методом с использованием двухфазной среды, а 843 (14,3%) - с использованием автоматического бактериологического анализатора BacT/ALERT 3D. Всего выделено 789 клинически значимых гемокультур. Сапрофиты, не имеющие этиологической значимости (Micrococcus spp., Kocuria spp., аэробные грамположительные споровые палочки рода Bacillus) и указывающие на внешнюю контаминацию образцов крови, не выделены. Сведения о видовом составе определенных в посеве крови микроорганизмов представлены в табл. 1.
Таблица 1. Этиологическая структура возбудителей инфекции кровотока
Этиологически значимые микроорганизмы были выделены из крови при следующих состояниях пациентов: инфекции нижних дыхательных путей (27,0%), лихорадка неясной этиологии (18,8%), септические состояния (15,2%), злокачественные новообразования (11,7%), инфекции области хирургического вмешательства (11,0%), инфекции мочевыделительной системы (6,6%), термические и химические ожоги (6,1%), эндокардит (3,7%).
В этиологической структуре возбудителей инфекции кровотока грамположительные микроорганизмы по частоте выделения преобладали над грамотрицательными бактериями (соответственно 59,7 и 36,8%). Фунгемию определяли значительно реже: на долю грибов рода Candida приходилось только 3,5% положительных гемокультур. Среди грамположительных микроорганизмов преобладали коагулазонегативные стафилококки (КНС): S. epidermidis, S. haemolyticus, S. saprophyticus, S. hominis, S. warneri. Выделено 262 (55,6%) культуры. Кроме того, было изолировано 123 (26,1%) штамма S. aureus, 78 (16,6%) штаммов энтерококков (E. faecium, E. faecalis), 8 (1,7%) штаммов стрептококков Streptococcus spр. (S. agalactiae, S. mitis, S. pneumoniae).
Среди грамотрицательных неферментирующих бактерий (ГОНФБ) наибольший удельный вес составили штаммы A. Baumannii - выделено 57 (55,3%) культур. Из энтеробактерий преобладали штаммы K. pneumoniae - выделено 115 (61,5%) культур, штаммы E. coli были выделены в 38,5% случаев (72 культуры).
Показатель общей высеваемости составил 13,4%, однако при использовании автоматизированной методики он был в 1,4 раза выше, чем при проведении исследования классическим бактериологическим методом (соответственно 17,9 и 12,6%). Обращено внимание на время инкубации с момента внесения крови во флаконы до обнаружения признаков бактериального роста и высева на плотную питательную среду. Для традиционного метода оно составило в среднем 4,3 сут (4,5 сут для грамположительных бактерий, 3,5 сут для грамотрицательных, 4,8 сут для грибов), при использовании автоматического гемокультиватора BacT/ALERT 3D - 1,3 сут (1,4 сут для грамположительных, 1,2 сут для грамотрицательных бактерий,1,3 сут для грибов).
Таким образом, использование автоматического гемокультиватора позволило на 2-3 сут сократить сроки проведения микробиологического исследования. Результаты исследования P.P. Bourbeau и соавт. показали, что при автоматическом гемокультивировании длительность инкубации в течение 3 сут достаточна для выделения более 97% клинически значимых микроорганизмов [11].
Отмечено преобладание КНС у пациентов с инфекциями нижних дыхательных путей, лихорадкой неясной этиологии, хирургическими ранами, абсцессами, термическими и химическими ожогами и эндокардитами (табл. 2). Учитывая факт постоянного присутствия КНС в составе нормальной микрофлоры кожи, их выявление требует грамотной интерпретации полученных результатов для дифференциации между истинной бактериемией и контаминацией крови кожной микрофлорой при проведении венепункции. Также необходимо учитывать, что КНС являются главной причиной катетер-ассоциированных и имплантат-ассоциированных инфекций. В этой связи при интерпретации результатов гемокультивирования для врача наиболее сложным остается решение вопроса, чем является выделенный микроорганизм - истинным патогеном, вызвавшим инфекцию кровотока, либо контаминирующим микроорганизмом [12, 13].
Таблица 2. Этиологическая структура бактериемии у пациентов с различными патологическими состояниями
Расшифровка аббревиатур дана в тексте.
У пациентов с онкопатологией и инфекциями мочевыделительной системы основными возбудителями септических состояний являлись энтеробактерии, причем чаще всего идентифицировали штаммы K. pneumonia, которые также преобладали у пациентов с сепсисом. Среди этиологических агентов бактериемии на фоне ожоговой болезни отмечено возросшее значение ГОНФБ (синегнойная палочка, ацинетобактеры), для большинства из них характерна множественная устойчивость к антибактериальным лекарственным средствам. Среди этиологических агентов инфекционного эндокардита доминировали грамположительные возбудители - S. aureus, КНС, энтерококки. Отмечено возросшее значение грамотрицательных неферментирующих бактерий.
Для выделенных штаммов K. pneumoniae, A. baumannii, P. aeruginosa показаны высокие уровни резистентности к карбапенемам, цефалоспоринам III-IV поколения, амино-гликозидам, фторхинолонам (табл. 3). Среди S. aureus устойчивость к оксациллину или цефокситину (MRSA) отмечена у 32 (26,0%) штаммов, только 5 (4,0%) штаммов были устойчивы к ванкомицину.
Таблица 3. Устойчивость инвазивных изолятов K. pneumoniae, A. baumannii, P aeruginosa к антибактериальным лекарственным средствам
В сравнении с результатами аналогичного многоцентрового исследования, выполненного в 2011-2014 гг. [14], отмечено увеличение результативности бактериологического исследования крови на стерильность (увеличение доли позитивных гемокультур с 10,5 до 13,4%). В общей этиологической структуре произошло увеличение доли энтеробактерий (K. pneumoniae, E. coli) с 18,9 до 23,7%. Среди микроорганизмов, выделенных из крови пациентов с сепсисом, в текущем исследовании преобладали энтеробактерии - 39,2% штаммов. По результатам ранее выполненного исследования на долю энтеробактерий приходилось 17,0%, а наибольший удельный вес составляли стафилококки - 37,1%.
Среди этиологических агентов инфекционного эндокардита преобладали грамположительные микроорганизмы (69,0%), вместе с тем отмечены случаи выделения ГОНФБ (главным образом A. baumannii). По результатам исследования 2011-2014 гг. у 23,5% пациентов с инфекционным эндокардитом в гемокультурах выделяли энтерококки, а случаи выделения A. baumannii и других ГОНФБ не зарегистрированы [14].
Заключение
В структуре возбудителей инфекции кровотока на протяжении последних 5 лет по-прежнему преобладали грамположительные микроорганизмы, и в первую очередь КНС. Частое обнаружение в гемокультурах КНС требует оценки качества забора крови для микробиологического исследования в лечебных организациях и адекватной интерпретации полученных результатов для исключения ложной бактериемии, связанной с внешней контаминацией. Отмечены возросшая роль K. pneumoniae и ГОНФБ в этиологии инфекций кровотока, а также высокие уровни их резистентности к антибактериальным лекарственным средствам. Требуется проведение дополнительных противоэпидемических мероприятий для сдерживания быстрой диссеминации инвазивных изолятов грамотрицательных бактерий с экстремальной и полной устойчивостью к антибиотикам в госпитальной среде.
Показаны большая эффективность и скорость выполнения микробиологического исследования с использованием автоматической системы для гемокультивирования в сравнении с традиционной методикой.
Литература/References
1. Nielsen S.L., Lassen A.T., Kolmos H.J., Jensen T.G., et al. The daily risk of bacteremia during hospitalization and associated 30-day mortality evaluated in relation to the traditional classification of bacteremia. Am J Infect Control. 2016; 44 (2): 167-72. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ajic.2015.09.011
2. Micek S.T., Welch E.C., Khan J., Pervez M., et al. Resistance to empiric antimicrobial treatment predicts outcome in severe sepsis associated with Gram-negative bacteremia. J Hosp Med. 2011; 6 (7): 405-10. DOI: https://doi.org/10.1002/jhm.899
3. Claeys K.C., Heil E.L., Hitchcock S., Johnson J.K., Leekha S. Management of Gram-negative bloodstream infections in the era of rapid diagnostic testing: impact with and without antibiotic stewardship. Open Forum Infect Dis. 2020; 7 (10): ofaa427. DOI: https://doi.org/10.1093/ofid/ofaa427
4. Lamy B., Sundqvist M., Idelevich E.A. Bloodstream infections - standard and progress in pathogen diagnostics. Clin Microbiol Infect. 2020; 26 (2): 142-50. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cmi.2019.11.017
5. Garey K.W., Rege M., Pai M.P., Mingo D.E., et al. Time to initiation of fluconazole therapy impacts mortality in patients with candidemia: a multi-institutional study. Clin Infect Dis. 2006; 43 (1): 25-31. DOI: https://doi.org/10.1086/504810
6. Khatib R., Sharma M., Riederer K., Fakih M.G., Johnson L.B. Impact of initial antibiotic choice and delayed appropriate treatment on the outcome of Staphylococcus aureus bacteremia. Eur J Clin Microbial Infect Dis. 2006; 25 (3): 181-5. DOI: https://doi.org/10.1007/s10096-006-0096-0
7. Harbarth S., Garbino J., Romand J.A., Lew D., Pittet D. Inappropriate initial antimicrobial therapy and its effect on survival in a clinical trial of immunomodulating therapy for severe sepsis. Am J Med. 2003; 115 (7): 529-35. DOI: https://doi.org/10.1016/j.amjmed.2003.07.005
8. Lodise T.P., McKinnon P.S., Swiderski L., Rybak M.J. Outcomes analysis of delayed antibiotic treatment for hospital-acquired Staphylococcus aureus bacteremia. Clin Infect Dis. 2003; 36: 1418-23. DOI: https://doi.org/10.1086/375057
9. Kang S.I., Kim S.H., Kim H.B., Park S.W., et al. Pseudomonas aeruginosa bacteremia: risk factors for mortality and influence of delayed receipt of effective antimicrobial therapy on clinical outcome. Clin Infect Dis. 2003; 37 (6): 745-51. DOI: https://doi.org/10.1086/377200
10. Principles and procedures for Blood Cultures; Approved Guideline, CLSI document M47-A. Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Wayne, P.A., 2007.
11. Bourbeau P.P., Foltzer M. Routine incubation of BacT/ALERT FA and FN blood culture bottles for more than 3 days may not be necessary. J Clin Microbiol. 2005; 43: 2506-9. DOI: https://doi.org/10.1128/JCM.43.5.2506-2509.2005
12. Bamber A.I., Cunniffe J.G., Nayar D., Ganguly R., Falconer E. The effectiveness of introducing blood culture collection packs to reduce contamination. Br J Biomed Sci. 2009; 66 (1): 1-9. DOI: https://doi.org/10.1080/09674845.2009.11730236
13. Gander R.M., Byrd L., DeCrescenzo M., Hirany S., et al. Impact of blood cultures drawn by phlebotomy on contamination rates and health care costs in a hospital emergency department. J Clin Microbiol. 2009; 47 (4): 1021-4. DOI: https://doi.org/10.1128/JCM.02162-08
14. Bonda N.A., Lagun L.V., Tapalski D.V. Etiologic structure of bloodstream infections. Probl Health Ecol. 2018; 4 (58): 15-20. URL: https://elibrary.ru/download/elibrary_36646895_49601266.pdf