Перспективы трансплантации гемопоэтических стволовых клеток у пациентов с ВИЧ-инфекцией

• Гаджикулиева Мадина Маратовна
• Чернышева Ольга Олеговна
• Цыганова Елена Валерьевна
• Дудина Галина Анатольевна

Резюме

Злокачественные новообразования, в том числе лимфомы, в 28% случаев являются причиной летального исхода у ВИЧ-инфицированных. Одним из основных подходов в лечении лимфопролиферативных заболеваний (ЛПЗ) является трансплантация гемопоэтических стволовых клеток (ТГСК).

Цель работы - систематический анализ данных о существующих подходах и перспективах проведения ТГСК у пациентов с ВИЧ-инфекцией.

Материал и методы. Проведен системный анализ 66 статей, в том числе 62 иностранных, за 2009-2023 гг. Поиск публикаций проведен в базах данных PubMed, Web of Science, Scopus, еLibrary, Google Scholar.

Результаты и обсуждение. ТГСК является безальтернативным компонентом лечения ЛПЗ у пациентов с ВИЧ-инфекцией, а также потенциальным методом элиминации одного из резервуаров ВИЧ-1 и контроля вирусной нагрузки. Для снижения вероятности повторного инфицирования гемопоэтических стволовых клеток (ГСК) целесообразно использовать клетки с мутацией CCR5Δ32/Δ32. Ввиду высокой специфичности и возможности широкого применения, система CRISPR/Cas-9 представляется одним из наиболее перспективных методов редактирования генома ГСК.

Заключение. ТГСК у ВИЧ-инфицированных пациентов является необходимым компонентом в терапии ЛПЗ, а также может рассматриваться в качестве потенциального способа достижения стойкой и длительной ремиссии ВИЧ-инфекции, и требует дальнейшего изучения.

Ключевые слова: ВИЧ-инфекция; трансплантация гемопоэти­ческих стволовых клеток; лимфопролиферативные заболевания; CRISPR/Сas9; ZFN; TALEN

Несмотря на достигнутые успехи в терапии и профилактике ВИЧ-инфекции, включая ВИЧ-ассоциированные заболевания, по данным Объединенной программы ООН по ВИЧ/СПИД (UNAIDS) за 2022 г., число впервые выявленных случаев инфицирования ВИЧ снизилось на 32% вместо планируемых 83%, а число летальных исходов в результате развития СПИДа составило 460 тыс. человек, что на 23% превышает целевой показатель [1]. Использование антиретровирусной терапии (АРТ) позволяет значительно увеличить продолжительность жизни пациентов с ВИЧ-инфекцией, но не предотвращает развитие вторичных, в том числе онкологических заболеваний. У пациентов с ВИЧ-инфекцией на разных стадиях заболевания сохраняется более высокий риск развития лимфопролиферативных заболеваний (ЛПЗ).

У людей, живущих с ВИЧ/СПИДом (ЛЖВС), неходжкинские лимфомы диагностируют в 60-200 раз чаще, а лимфому Ходжкина - в 5-26 раз чаще, чем у не инфицированных ВИЧ людей [2, 3]. Лимфомы являются одной из причин смерти на фоне развития СПИДа у пациентов с ВИЧ-инфекцией [3]. В клинической практике лечение ЛПЗ при ВИЧ-инфекции представляет междисциплинарную проблему, для решения которой необходимо планирование тактики лечения с учетом особенностей онкологического процесса и инфекционного заболевания. Для лечения ЛПЗ у ВИЧ-инфицированных пациентов в комбинации с АРТ используют различные режимы полихимиотерапии, таргетные препараты, а также трансплантацию гемопоэтических стволовых клеток (ТГСК) [4]. С учетом ранее описанных случаев длительной неопределяемой вирусной нагрузки у ВИЧ-инфицированных пациентов после проведения ТГСК от донора с гомозиготной делецией локуса 32 (Δ32/Δ32) в гене CCR5 аллогенная ТГСК рассматривается не только как метод лечения ЛПЗ, но и как один из потенциальных способов эрадикации резервуаров ВИЧ-1 и достижения длительной ремиссии у ЛЖВС [5]. Однако наиболее часто используемым методом проведения ТГСК при ЛПЗ является аутологичная трансплантация гемопоэтических клеток, также являющаяся потенциально излечивающим методом лечения ЛПЗ после проведения программной химиотерапии. Использование ТГСК для лечения онкологического заболевания и ВИЧ-инфекции представляется одним из наиболее перспективных направлений терапии ВИЧ-инфицированных, требующим дальнейшего изучения.

Цель работы - систематический анализ данных о существующих подходах и перспективах проведения трансплантации гемопоэтических стволовых клеток у пациентов с ВИЧ-инфекцией.

Материал и методы

Проведен системный анализ 66 статей, в том числе 62 иностранных, за 2009-2023 гг. Поиск публикаций выполнен в базах данных PubMed, Web of Science, Scopus, еLibrary, Google Scholar с использованием ключевых слов: ТГСК, ВИЧ-инфекция, CRISPR/Cas, ZFN, TALEN. Приоритет в отборе материала для анализа отдавали результатам рандомизированных контролируемых исследований, систематическим обзорам с метаанализом. Исключены тезисы и дублирующие статьи.

Трансплантация гемопоэтических стволовых клеток: основные принципы

Согласно определению Европейской ассоциации по трансплантации костного мозга (European Society for Blood and Marrow Transplantation), под ТГСК понимают введение реципиенту донорских или собственных гемопоэтических стволовых клеток (ГСК), полученных из любого возможного источника, с целью полной или частичной замены кроветворной системы пациента. Основными источниками получения ГСК считают костный мозг, периферическую и пуповинную кровь человека [6].

В настоящее время ТГСК является основным методом лечения ряда гематологических заболеваний, таких как острый лимфобластный и миелобластный лейкоз [7], множественная миелома [8, 9], лимфомы, талассемия, апластическая анемия, миелодиспластический синдром [10]. Кроме того, ТГСК применяют для лечения врожденных иммунодефицитных состояний [11], аутоиммунных заболеваний [12], а также используют в терапии солидных новообразований и других заболеваний [6].

Процесс ТГСК включает в себя несколько этапов: забор ГСК донора, полную/неполную эрадикацию собственного кроветворения пациента посредством высокодозной химио- или лучевой терапии (этап кондиционирования), инфузию ГСК донора или собственных ГСК пациента, восстановление гемопоэза и иммунную реконструкцию [10].

Таким образом, в зависимости от источника гемопоэтических стволовых клеток выделяют 2 варианта ТГСК: аутологичнную трансплантацию гемопоэтических стволовых клеток (ауто-ТГСК, используются заранее отобранные собственные стволовые клетки пациента) и аллогенную трансплантацию гемопоэтических стволовых клеток (алло-ТГСК, забор ГСК осуществляют у родственного или неродственного, но совместимого донора).

В случае проведения ауто-ТГСК для восстановления кроветворения используют собственные ГСК реципиента, что значительно облегчает проведение трансплантации ввиду отсутствия необходимости поиска совместимого донора. Также использование генетически идентичных стволовых клеток обеспечивает значительное снижение риска развития иммуноопосредованных посттрансплантационных осложнений, таких как реакция "трансплантат против хозяина" (РТПХ). Однако при проведении ауто-ТГСК сохраняется значительно более высокий риск развития рецидива заболевания и не развивается РТПХ. Основной положительный эффект при ауто-ТГСК достигается за счет проведения кондиционирующего лечения, при котором инфузия ГСК позволяет значительно продлить цитотоксическое лечение и минимизировать период миелосупрессии [10].

При проведении алло-ТГСК одним из наиболее сложных этапов является подбор HLA-совместимого донора. В процессе поиска подходящего донора предпочтение отдают совместимому родственному донору, однако данный вариант осуществим не более чем у 30% пациентов, нуждающихся в ТГСК [10]. В случае отсутствия родственного донора могут использоваться ГСК неродственных доноров при совпадении 10/10 или 8/8 результатов типирования HLA для классов I (HLA-А, -В, -С) и II (HLA-DRВ1, -DQВ1) [6]. В случае несоответствия потенциального донора по крайней мере по одному антигену или аллелю HLA-A, -B, -C или -DR при определении возможности проведения трансплантации могут быть использованы другие генетические параметры, такие как рецепторы иммуноглобулинового типа NK-клеток [13]. При определении подходящего донора используют другие параметры, такие как пол, возраст и возможное инфицирование цитомегаловирусом [10]. По сравнению с ауто-ТГСК, при проведении алло-ТГСК наблюдают более высокие показатели безрецидивной выживаемости. В то же время в группе пациентов с проведенной алло-ТГСК определяется больший риск развития иммуноопосредованных посттранс­плантационных осложнений. Также длительный период поиска совместимого неродственного донора недопустим в ситуациях, когда сроки проведения ТГСК имеют решающее значение [14].

При отсутствии полностью совместимого родственного или неродственного донора в последние годы стала возможной процедура гаплоидентичной ТГСК (гапло-ТГСК). Ввиду частичной совместимости донора и реципиента при проведении гапло-ТГСК сохраняется высокий риск развития РТПХ. Для предотвращения развития иммуноопосредованных осложнений после проведения гапло-ТГСК осуществляют частичную Т-деплецию донорских клеток с удалением из трансплантата зрелых лимфоцитов, несущих Т-клеточный рецептор αβ (TCRαβ), и сохранением Т-лимфоцитов, содержащих TCRγδ [15]. Данная технология позволяет значительно снизить риск развития РТПХ и инфекционных осложнений, сохраняя возможность формирования противоопухолевого иммунитета и развития реакции "трансплантат против опухоли" [14, 16]. Помимо "клеточной профилактики in vitro", существуют медикаментозные методы снижения вероятности развития РТПХ при гапло-ТГСК, в частности использование циклофосфамида в посттрансплантационном периоде [17]. Учитывая возможность контроля иммуно­опосредованных осложнений, сохранности развития противоопухолевого иммунного ответа, временной доступности донорских ГСК и удовлетворительных показателей выживаемости, сопоставимых с аналогичными показателями при проведении трансплантации от неродственного донора [18], гапло-ТГСК представляется достаточно перспективным методом ТГСК.

Осложнения, связанные с ТГСК, подразделяют на осложнения раннего (100 дней после ТГСК) и позднего (после 100‑го дня после ТГСК) посттрансплантационного периода. В раннем посттрансплантационном периоде выделяют осложнения, связанные с токсичностью режима кондиционирования, иммуноопосредованные осложнения и инфекционные заболевания. Среди нежелательных реакций, опо­средованных кондиционированием, выделяют панцитопению, поражения желудочно-кишечного тракта (тошнота, рвота, мукозит, эзофагит, гастродуоденит, диарея), сердечно-сосудистой системы (гипертензия, гипотензия, аритмии), интерстициальный пневмонит, острое повреждение почек, гемолитико-уремический синдром и др. Одним из жизнеугрожающих ранних осложнений ТГСК является острая РТПХ. На фоне длительно сохраняющегося иммунодефицита у пациентов после ТГСК часто развиваются инфекционные осложнения с полиорганными проявлениями [19]. К осложнениям позднего посттрансплантационного периода относят хроническую РТПХ, рецидив основного заболевания, развитие вторичных онкологических заболеваний, поражение репродуктивных органов, щитовидной железы, органа зрения [20].

Поскольку каждый из представленных типов ТГСК отличается отдельными преимуществами и недостатками, выбор метода трансплантации и источника ГСК зависит от патогенеза и течения заболевания и определяется индивидуально для каждой клинической ситуации.

Поражение гемопоэтических стволовых клеток при ВИЧ-инфекции

Одним из ключевых аспектов, влияющих на выбор донора и источника ГСК, является вовлечение в патологический процесс ГСК. У пациентов с ВИЧ-инфекцией необходимо учитывать возможность поражения ГСК ВИЧ-1. Однозначные данные о том, являются ГСК резервуаром ВИЧ или нет, отсутствуют [21]. С одной стороны, экспрессия рецепторов (CD4+) и корецепторов (CCR5, CXCR4), необходимых для инфицирования клеток ВИЧ-1, на поверхности ГСК значительно снижена по сравнению с периферическими CD4+-клетками.

В ранних экспериментальных работах было изучено воздействие вирионов ВИЧ-1 и ВИЧ-2 на культуру клеток CD34+, CD38+ и CD34+, CD38-, полученных из костного мозга здоровых доноров. При последующем ПЦР-исследовании инфицирования ГСК не наблюдали [22]. Однако в случае CD34+-клеток периферической крови наблюдается более высокий уровень экспрессии CCR5 и CXCR4, и в экспериментах in vitro была показана восприимчивость культуры CD34+-клеток периферической крови к инфицированию ВИЧ-1 [23]. При этом уровень экспрессии CCR5, CXCR4 и CD4+ на поверхности ГСК пуповинной крови еще более ограничен по сравнению с ГСК костного мозга [21].

С другой стороны, в ряде исследований были выявлены признаки поражения клеток костного мозга ВИЧ-1. В частности, при изучении ГСК, полученных из костного мозга пациентов с ВИЧ-инфекцией, был обнаружен Gag протеин ВИЧ-1. Латентное инфицирование в культуре клеток сохранялось до активации экспрессии вирусных генов факторами дифференцировки [24]. Согласно данным N.T. Sebastian и соавт., у ВИЧ-инфицированных пациентов, получавших АРТ, была обнаружена субпопуляция ГСК с высоким уровнем экспрессии CD4+-рецепторов. Данная субпопуляция предположительно являлась мишенью для CXCR4- и CCR5-тропных вирионов ВИЧ-1. При последующем исследовании в условиях in vivo геном вируса передавался дочерним CD4+-негативным клеткам [25].

В экспериментальной работе С.С. Carter и соавт. была показана возможность инфицирования мультипотентных ГСК in vitro CXCR4-тропными или битропными вирионами ВИЧ-1. Последующая блокада рецептора CXCR4 значительно снижала инфицирование ГСК битропными вирионами, в то время как блокада CCR5 не оказывала значимого влияния на поражение клеток. При последующем проведении трансплантации инфицированных ГСК лабораторным животным наблюдалось полное приживление клеток и последующее восстановление гемопоэза с продукцией клеток, содержащих геном ВИЧ-1 [26].

С учетом имеющихся результатов исследований предполагают, что CXCR4-тропные вирионы ВИЧ-1 способны инфицировать мультипотентные ГСК, включая "долгоживущие" стволовые клетки, и это делает возможным формирование клеточного резервуара ВИЧ, в то время как CCR5-тропные вирионы ВИЧ-1 инфицируют гемопоэтические клетки на более поздних этапах дифференцировки [25, 26]. Тем не менее нет однозначных данных о том, что ГСК, являясь резервуаром ВИЧ-1, обусловливают обнаружение вируса в клетках периферической крови на фоне АРТ [21]. В исследовании T.D. Zaikos и соавт. у ВИЧ-инфицированных пациентов при достигнутой на фоне АРТ вирусной нагрузке менее 48 копий/мкл РНК ВИЧ-1 в мононуклеарных клетках периферической крови и костного мозга зачастую соответствовала провирусному геному ВИЧ-1 в ГСК. При этом у 2 пациентов преобладающие вирусные клоны в периферической крови в точности соответствовали последовательностям генома ВИЧ-1 в ГСК. Принимая во внимание полученные данные, было выдвинуто предположение о том, что инфицированные ГСК и дочерние клетки могут быть источником вирионов ВИЧ-1, преобладающих в периферической крови даже на фоне применения АРТ [27].

Учитывая, что ГСК являются возможным резервуаром ВИЧ, а также более высокую вероятность инфицирования периферических CD34+-клеток, более предпочтительным вариантом ТГСК для ВИЧ-инфицированных пациентов является алло-ТГСК. В случае ауто-ТГСК в качестве источника ГСК более предпочтительно использовать костный мозг по сравнению с периферической кровью. В то же время если ГСК являются резервуаром ВИЧ-1, проведение ТГСК может рассматриваться не только как метод лечения ВИЧ-инфицированного, но и как потенциальный способ элиминации значительного пула инфицированных ВИЧ-1 клеток и достижения длительной ремиссии инфекционного процесса.

Существующие подходы при трансплантации гемопоэтических стволовых клеток у пациентов с ВИЧ-инфекцией

У ЛЖВС ТГСК использовали в качестве одного из этапов лечения онкологических заболеваний, в частности лимфом. Внедрение в клиническую практику АРТ и применение у ВИЧ-инфицированных пациентов полихимиотерапии (ПХТ), моноклональных антител, высокодозной ПХТ с последующей ауто- и алло-ТГСК значительно улучшило прогноз у данной группы пациентов [28]. Тем не менее имеются лишь единичные крупные исследования по оценке эффективности ПХТ с последующей ауто-ТГСК у ВИЧ-инфицированных пациентов. Среди наиболее масштабных исследований проведения ауто-ТГСК при ВИЧ-инфекции выделяют работы A. Krishnan и соавт. и J.L. Diez-Martin и соавт. При проведении парного сравнения показатель выживаемости у ВИЧ-инфицированных пациентов был сопоставим с аналогичными показателями в группе неинфицированных ВИЧ, что подтверждает эффективность применения высокодозной ПХТ с последующей ауто-ТГСК на фоне АРТ при лечении лимфом у ЛЖВС [29, 30].

В исследовании A. Krishnan и соавт. были изучены результаты лечения неходжкинских лимфом у пациентов с ВИЧ-инфекцией (исследуемая группа, n=29) в сравнении с аналогичными неинфицированными ВИЧ - группа сравнения (n=29). 2-летняя безрецидивная выживаемость составила 76% [95% доверительный интервал (ДИ) 62-85] в группе ВИЧ-инфицированных пациентов и 56% (95% ДИ 45-66) в контрольной группе (р=0,33). Показатель общей 2-летней выживаемости составил 75% (95% ДИ 61-85) у ЛЖВС и 75% [95% ДИ 60-85) у не инфицированных ВИЧ пациентов. Среди выявленных основных причин смерти - развитие вторичных онкологических заболеваний, острого миелобластного лейкоза (ОМЛ), инфекционные осложнения, прогрессирующая сердечная недостаточность, а также рецидив или прогрессия основного заболевания. В группе ВИЧ-инфицированных пациентов отмечалось более частое развитие инфекционных осложнений в посттрансплантационном периоде по сравнению с контрольной группой [28/29 (14 - бактериальные, 1 - вирусные, 4 - герпес-вирусные, 6 - неидентифицированный возбудитель) и 14/29(11 - бактериальные, 1 - вирусные, 1 - грибковые, 1 - неидентифицированный возбудитель) соответственно] [29].

Схожие результаты были получены в работе J.L. Diez-Martin и соавт. При проведении ауто-ТГСК в ходе лечения неходжкинских лимфом и лимфомы Ходжкина общая выживаемость составила 61,5% (95% ДИ 47-76) и 70% (95% ДИ 57-84) в группе пациентов с ВИЧ-инфекцией и неинфицированных пациентов соответственно. Показатели безрецидивной выживаемости у ЛЖВС составили 61% (95% ДИ 47-75) и 56% (95% ДИ 41-71) у пациентов, не инфицированных ВИЧ (медиана длительности наблюдения 30 мес) [30].

В ходе исследования, проведенного на территории РФ, были изучены показатели выживаемости ВИЧ-инфицированных пациентов с лимфомами после проведения ауто-ТГСК по сравнению с неинфицированными пациентами. 3-летняя общая выживаемость среди ЛЖВС составила 86,7%, а в группе сравнения - 88,3% (р=0,876). Выживаемость без прогрессии в группе неинфицированных пациентов составила 76,7% и статистически достоверно не отличалась от аналогичного показателя среди пациентов с ВИЧ-инфекцией - 66,7% (р=0,411). Показатели выживаемости до прогрессии в группе ВИЧ-инфицированных пациентов и в группе сравнения составили 20 и 18,3% соответственно [31].

Однако среди неинфицированных ВИЧ пациентов в терапии лимфом предпочтение отдается аллогенной трансплантации, в особенности в случае рецидивов заболевания или первично рефрактерных форм. Опубликованные результаты исследования по оценке эффективности и безопасности проведения алло-ТГСК у ВИЧ-инфицированных пациентов сводятся к немногочисленным описаниям клинических случаев лечения пациентов с ЛПЗ. В случае отмены АРТ у пациентов после алло-ТГСК наблюдали реактивацию ВИЧ-инфекции и ухудшение клинического прогноза [32-34].

Ввиду увеличивающейся продолжительности жизни ЛЖВС на фоне применения АРТ и роста заболеваемости ВИЧ-инфекцией в отдельных географических регионах [1] возрастает социальная и экономическая значимость лечения и обеспечения удовлетворительного качества жизни пациентов с ВИЧ-инфекцией, что обусловливает необходимость развития онкологической помощи ЛЖВС и поиска методов достижения стойкой ремиссии ВИЧ-инфекции [35]. Очевидно, что элиминация ВИЧ-1 из организма предполагает устранение резервуара возбудителя инфекции и/или замещение невосприимчивыми к инфицированию клетками. В случае ВИЧ-инфекции среди основных точек приложения терапии для предотвращения заражения клеток считают рецепторы CCR5 и CXCR4 [36-38]. Однако при рассмотрении терапевтических возможностей воздействия на ГСК CXCR4 не может рассматриваться в качестве таргетного гена, поскольку данный рецептор необходим для функционирования ГСК, в частности для хоуминг-эффекта [39]. В связи с этим наиболее перспективной мишенью представляется CCR5 [36-38].

Наглядным примером возможности достижения длительной ремиссии ВИЧ-инфекции вне АРТ является так называемый берлинский пациент, перенесший 2 алло-ТГСК от донора с мутацией CCR5 (CCR5Δ32/Δ32) по поводу лечения ОМЛ)[40]. На момент постановки ему диагноза ОМЛ число CD4+-клеток составляло 415 клеток/мл, вирусная нагрузка не определялась. На 7‑й месяц от диагностирования заболевания после миелоаблативного кондиционирования была проведена алло-ТГСК с использованием CD34+-клеток периферической крови (2,3×106 CD34+-клеток/кг). В посттрансплантационном периоде наблюдали развитие РТПХ I степени с поражением кожи. На 332‑й день после ТГСК развился рецидив ОМЛ, что потребовало повторной трансплантации от того же донора после повторного кондиционирования. После отмены АРТ у пациента не наблюдали реактивации инфекционного процесса. Более того, при исследовании клеток слизистой кишечника как возможного резервуара ВИЧ-1 ДНК ВИЧ-1 не была обнаружена. Однако в слизистой сохранялись CCR5-экспрессирующие макрофаги, что свидетельствует о неполной замене клеток иммунной системы реципиента донорскими [40]. Примечательно, что дважды проводившееся кондиционирование с использованием ПХТ и тотального облучения с последующей ТГСК не позволяет однозначно утверждать, какой метод лечения или индивидуальная особенность пациента способствовали длительной ремиссии ВИЧ-инфекции при отсутствии АРТ [41].

R.K. Gupta и соавт. также высказали предположение о возможности достижения длительной ремиссии ВИЧ-инфекции, но при менее интенсивных и токсичных подходах в лечении. Алло-ТГСК с использованием CD34+-клеток донора с мутацией CCR5Δ32/Δ32 была проведена ВИЧ-инфицированному пациенту в ходе лечения лимфомы Ходжкина, рефрактерной к первой линии терапии. При анализе вирионов ВИЧ реципиента перед ТГСК определяли только CCR5-тропные подтипы ВИЧ-1. Кондиционирование пациента проводили с использованием ПХТ, в последующем провели инфузию донорских CD34+-клеток (3,6×106 клеток/кг). На 30‑й день после трансплантации достигнуто 100% замещение клеток гемопоэза донорскими ГСК (полный химеризм). В посттранс­плантационном периоде у пациента наблюдали развитие РТПХ I степени с поражением кишечника. АРТ была прекращена через 16 мес после трансплантации. В течение последующих 18 мес у пациента не определялась РНК ВИЧ-1 в плазме крови, а также ДНК ВИЧ-1 в периферических CD4-лимфоцитах. Выделенные из периферической крови CD4-клетки не экспрессировали CCR5 и были восприимчивы к инфицированию только CXCR4-тропными вирусами ex vivo [41].

Однако широкое проведение ТГСК от донора с мутацией CCR5 значительно затруднено ввиду редкости необходимой мутации. В европеоидной расе частота встречаемости гомозиготной мутации CCR5 не превышает 1%, гетерозиготной - 10-15%. В африканской и азиатской расах носительства CCR5Δ32/Δ32 не выявлено [42]. Учитывая необходимость строгого совпадения потенциального донора и реципиента по системе HLA, вероятность осуществления ТГСК с целевой мутацией CCR5 представляется крайне низкой, что значительно ограничивает данную схему сочетанного лечения злокачественных новообразований и ВИЧ-инфекции в широкой клинической практике.

В качестве потенциального способа решения данной проблемы рассматривают использование в качестве источника ГСК стволовых клеток пуповинной крови, поскольку при подборе совместимых возможно использование донорских клеток при совпадении 4 из 6 аллелей HLA [43].

В исследовании М. Rothenberger и соавт. была проведена алло-ТГСК клеток пуповинной крови донора с мутацией CCR5Δ32/Δ32 12-летнему ребенку с острым лимфобластным лейкозом (ОЛЛ), перинатально инфицированному ВИЧ. Ввиду низкой приверженности АРТ у ребенка на момент постановки диагноза сохранялась высокая вирусная нагрузка (до 63 800 копий/мл) и выраженное иммунодефицитное состояние (число CD4+ менее 100 клеток/мм3). В периферической крови был идентифицирован CCR5-тропный подтип ВИЧ-1. Посредством модификации АРТ к началу предтрансплантационного кондиционирования достигнуто значительное снижение вирусной нагрузки, а на момент ТГСК РНК ВИЧ-1 в крови не определялась. Для проведения ТГСК использовали клетки донора, совпадавшего по 3/6 аллелей HLA. Несмотря на совпадение 3/6 аллелей HLA донора и реципиента, был достигнут полный химеризм. Однако на 38‑й день после трансплантации у пациента развилась РТПХ IV степени с поражением желудочно-кишечного тракта. АРТ отменена на 62‑е сутки после ТГСК. Несмотря на проводимую терапию, на 73‑е сутки после ТГСК зафиксирована биологическая смерть. В результате исследования в мононуклеарных клетках периферической крови после алло-ТГСК не было обнаружено ДНК ВИЧ-1. Однако в биопсийных образцах слизистой прямой кишки на 8‑й и 22‑й дни после ТГСК, а также в аутопсийных образцах (73‑й день после ТГСК) печени, толстой кишки, легких и головного мозга идентифицировалась вирусная ДНК [44].

В исследовании J. Hsu и соавт. изучена эффективность гапло-ТГСК и ГСК пуповинной крови с мутацией CCR5Δ32/Δ32 (ГСК пуповинной крови в сочетании с гаплоидентичными стволовыми клетками взрослого донора) ВИЧ-инфицированному пациенту с ОМЛ. На момент диагностирования ОМЛ у пациентки неопределяемая вирусная нагрузка. После проведения кондиционирования, включавшего в себя ПХТ, тотальное облучение тела и антитимоцитарный глобулин, была проведена ТГСК с использованием 2×107/кг клеток пуповинной крови и 2×105/кг CD34+-клеток гаплоидентичного донора. В посттрансплантационном периоде не наблюдалось иммуноопосредованных осложнений, был достигнут 100% химеризм, сохранялась неопределяемая вирусная нагрузка при исследовании периферической крови и цереброспинальной жидкости. При исследовании in vitro клеток периферической крови была выявлена невосприимчивость к инфицированию CCR5-, CXCR4-тропными вирусами, в том числе полученными перед ТГСК из аутологичных резервуаров ВИЧ-1. Через 37 мес после ТГСК была отменена АРТ. На протяжении последующих 18 мес у пациентки сохранялась неопределяемая вирусная нагрузка [45].

Считается, что реестр доноров стволовых клеток пуповинной крови с гомозиготным носительством полиморфизма CCR5Δ32/Δ32 из 300 образцов обеспечит подбор донора, совместимого по системе HLA с вероятностью 73,6% для детей и 27,9% для пациентов старше 18 лет, а в случае проведения комбинированной ТГСК с использованием ГСК пуповинной крови и ГСК гаплоидентичного донора - 85,6% для детей и 82,1% для взрослых пациентов европеоидной расы [46]. Несмотря на значительное расширение возможностей проведения ТГСК с использованием клеток пуповинной крови, данная методика также не позволяет достичь полного охвата ВИЧ-инфицированного населения, нуждающегося в проведении ТГСК.

Возможности редактирования генома гемопоэтических стволовых клеток при лечении ВИЧ-инфекции

Учитывая невозможность обеспечения всех ВИЧ-инфицированных пациентов, нуждающихся в ТГСК, донорскими гемопоэтическими стволовыми клетками с естественной мутацией CCR5Δ32/Δ32, одним из способов увеличения охвата ЛЖВС с показаниями к ТГСК с мутацией CCR5Δ32/Δ32 является индукция искусственной целевой мутации с помощью технологий редактирования генома.

К способам редактирования генома клеток относят так называемые дизайнерские нуклеазы, структура которых включает нуклеазный домен и специфические участки связывания ДНК. Наиболее развитыми технологиями нуклеаз являются:

· нуклеазы с "цинковыми пальцами" (Zinc-finger Nuclease, ZFN);

· эффекторные нуклеазы, подобные активаторам транскрипции (Transcription Activator-Like Effector Nucleases, TALEN);

· короткие кластерные палиндромные повторы, равномерно удаленные друг от друга, CRISPR/Cas9 (Clustered Regulatory Interspaced Short Palindromic Repeats) [47].

Механизм редактирования генома в данном случае основан на возможности распознавания нуклеотидной последовательности в генетическом материале клетки специфическим участком связывания ДНК. Поскольку последовательность нуклеотидов может быть задана искусственно, данные методики позволяют вносить двуцепочечные разрывы в любой локус ДНК, выбирая целевой ген для корректировки. После связывания с таргетным локусом ДНК происходит активация нуклеазного домена, что инициирует двуцепочечный разрыв в соседнем участке ДНК. Активация естественных механизмов репарации ДНК позволяет создать мутации гена по типу небольших делеций и инсерций. Результатом может становиться нокаутирование гена за счет смещения рамки считывания, изменение нуклеотидной последовательности дефектного участка ДНК или высокоточная интеграция нового фрагмента ДНК [47, 48]. С точки зрения терапии ВИЧ-инфекции наиболее целесообразной модификацией генома ГСК является инициирование мутаций в гене CCR5, что вызывает смещение рамки считывания и, как следствие, изменение аминокислотной последовательности синтезируемого белка и его дальнейшей деградации в клетках [35].

Нуклеазы с "цинковыми пальцам" и в редактировании генома гемопоэтических стволовых клеток

ZFN представляют собой гибридные белки, состоящие из эндонуклеазы FokI и "цинковых пальцев" - химерных ДНК-связывающих протеинов (ДНК-связывающий домен) [49]. Подтверждена эффективность нокаутирования гена CCR5 в лимфоцитах периферической крови и гемопоэтических стволовых клетках с использованием ZFN [49, 50]. В работе D. Di Giusto и соавт. при исследовании возможности использования ZFN на доклиническом этапе показаны эффективность и безопасность данного метода редактирования генома [51]. В исследованиях N. Holt и соавт. при использовании ZFN в культуре CD34+-клеток удалось добиться абляции CCR5 в 17% клеток. При последующей трансплантации ГСК лабораторным животным наблюдали приживление ГСК с сохранением способности к дальнейшей дифференцировке и образованию множественных линий клеток с сохранявшейся мутацией CCR5. В случае инфицирования лабораторных мышей CCR5-тропным ВИЧ-1 при пересадке модифицированных ГСК были выявлены быстрый отбор CD4+-клеток, не экспрессирующих CCR5, и сохранение человеческих клеток во всех тканях при значительно более низкой вирусной нагрузке по сравнению с контрольной группой [52]. Ожидается публикация результатов клинических испытаний использования воздействия ZFN на аутологичные ГСК ВИЧ-инфицированных пациентов (NCT02500849, Safety Study of Zinc Finger Nuclease CCR5-modified Hematopoietic Stem/Progenitor Cellsin HIV-1 Infected Patien). Основным недостатком ZFN считается значительная техническая сложность разработки и синтеза самих нуклеаз для конкретного гена, требующая серьезных материальных затрат. Однако в случае производства уже сконструированных для определенного фрагмента ДНК специфических ZFN их дальнейшее использование для клинической практики считается технически осуществимым [35].

Эффекторные нуклеазы, подобные активаторам транскрипции в редактировании генома гемопоэтических стволовых клеток

Сравнимая эффективность редактирования генома наблюдается при использовании другого типа структурно и функционально схожих с ZFN нуклеказ - эффекторных, подобных активаторам транскрипции (TALEN). В исследованиях U. Mock и соавт. была продемонстрирована высокая эффективность корректировки гена CCR5 в Т-лимфоцитах человека с использованием CCR5‑Uco-TALEN [53, 54]. На этапе доклинических испытаний по применению TALEN в редактировании ГСК М. Romito и соавт. наблюдали нарушение экспрессии CCR5 в 89% периферических CD4+-клеток. При проведении последующего генотипирования CD4+-клеток не выявлено дополнительных мутаций и признаков геномной нестабильности. При сравнении функциональной активности отредактированных и кон­трольных клеток не выявлено различий в клеточной пролиферации и секреции цитокинов в ответ на внешние стимулы [55].

Значительным преимуществом TALEN по сравнению с ZFN является более высокая специфичность распознавания целевого локуса ДНК. Структура ДНК-связывающего домена, состоящего из повторяющихся строго специфичных к одному нуклеотиду структурных единиц, обеспечивает более удобное конструирование новых нуклеаз [56].

Использование технологии CRISPR/Cas9 при редактировании генома гемопоэтических стволовых клеток

Одной из последних разработок в технологиях редактирования генома стала система CRISPR/Сas9 (короткие кластерные палиндромные повторы, равномерно удаленные друг от друга). Система CRISPR/Сas9 состоит из нуклеазы Сas9, обеспечивающей целевые двуцепочечные разрывы, и искусственно синтезируемой направляющей РНК, которая используется в качестве матрицы в процессе распознавания искомой гомологичной последовательности генома [57].

Значительным преимуществом CRISPR/Сas9, позволяющим использовать данную технологию в клинической практике, является отсутствие необходимости модификации белковых субъединиц, поскольку специфичность определяется направляющей РНК, что делает более простым перенаправление системы на любую необходимую последовательность ДНК [35, 58].

При исследовании возможности инициации делеции CCR5 в ГСК in vitro с использованием CRISPR/Сas9 была получена биаллельная модификация в 26,8% (±7,1) гемопоэтических клеток. Уровень нецелевых мутаций в подверг­шихся редактированию клетках был минимален (наблюдали лишь в одном локусе ДНК), а сами ГСК сохраняли мультипотентные свойства, что свидетельствовало об эффективности и безопасности системы CRISPR/Сas9 [59]. В более поздних работах также была подтверждена эффективность системы CRISPR/Сas9 при индукции делеций генов CCR5 и CXCR4 CD4+-клеток периферической крови. В отредактированных клетках не наблюдали нецелевых мутаций или апоптотических реакций [60]. В исследованиях Q. Xiao и соавт. отмечена сохранность способности ГСК к последующему делению и дифференцировке после модификации с помощью CRISPR/Сas9 [61]. Последующие исследования редактирования ГСК системой CRISPR/Сas9 in vivo показали эффективную абляцию CCR5 CD34+ ГСК на модели лабораторных мышей NOD/Prkdcscid/IL-2Rgnull. Эффективность внесенной генетической модификации сохранялась и при повторных введениях ГСК лабораторным животным со снижением вирусной нагрузки ВИЧ и обогащением периферической крови человеческими CD4+-клетками, не экспрессирующими CCR5 [62].

Несмотря на обнадеживающие результаты исследований in vitro и in vivo, нет однозначных данных об эффективности и безопасности трансплантации модифицированных посредством CRISPR/Сas9 ВИЧ-инфицированным пациентам. Тем не менее описан клинический случай успешной алло-ТГСК с искусственно инициированной мутацией CCR5 пациенту с ОЛЛ и ВИЧ-инфекцией. На момент постановки диагноза вирусная нагрузка составляла 8,5×106 копий/мл, число CD4+ - 528 клеток/мкл, был идентифицирован CCR5-тропный подтип ВИЧ-1. На фоне 6 курсов ПХТ и инициированной АРТ удалось достичь полной морфологической ремиссии ОЛЛ и неопределяемой вирусной нагрузки, однако имелось число CD4+ было на уровне 201 клеток/мкл.

После проведения миелоаблативного кондиционирования выполнена ТГСК от полностью совместимого по системе HLA-аллогенного неродственного донора с диким типом гена CCR5 с использованием ГСК периферической крови. После редактирования локуса CCR5 CRISPR/Сas9 делеции или инсерции искомого гена выявлены в 17,8% CD34+-клетках. Полный химеризм достигнут на 4‑й неделе после трансплантации. В течение последующих 19 мес у пациента сохранялись ремиссия ОЛЛ, 100% химеризм, абляция CCR5 была выявлена в 5,20-8,28% клеток костного мозга, а также в CD4+, CD8+, CD19+, CD33+ и CD235a+-клетках. После ТГСК на фоне АРТ у пациента отмечена нормализация иммунного статута с увеличением числа CD4+-клеток в течение 6 мес после трансплантации.

Однако попытка отмены АРТ привела к увеличению вирусной нагрузки до 3×107 копий/мл со снижением числа CD4+ с 575 до 250 клеток/мкл. При этом до отмены АРТ содержание в периферической крови CD4+-лимфоцитов с абляцией CCR5 составляло 2,96%, а после увеличилось до 4,39%. Важным аспектом безопасности ТГСК с использованием CRISPR/Сas9 являлось отсутствие нецелевых генетических аберраций (точечных мутаций, крупных делеций, хромосомных перестроек) в ГСК через 15 нед, 12 и 19 мес после проведения трансплантации [63].

Показания и возможные проблемы, связанные с трансплантацией гемопоэтических стволовых клеток пациентам с ВИЧ-инфекцией

Поскольку ТГСК, в особенности с проведением геномного редактирования, является специфическим методом лечения, требующим высокотехнологичного медицинского оснащения и значительных финансовых затрат, к первостепенным вопросам относится определение показаний к проведению ТГСК ВИЧ-инфицированным пациентам. Основное показание - лечение сопутствующих заболеваний, в частности гематологических патологий. Также в качестве потенциального показания для проведения ТСГК с мутацией CCR5 можно рассматривать резистентность к АРТ у пациентов с CCR5-тропным вирусом [42]. Однако высокая вирусная нагрузка, в том числе обусловленная резистентностью к АРТ, может являться причиной формирования большего числа резервуаров ВИЧ-1, что значительно снижает вероятность достижения стойкой ремиссии ВИЧ-инфекции (при отмене АРТ) или потенциальной эрадикации вируса. В данном случае проведение ТГСК с CCR5Δ32/Δ32 (с сохранением АРТ после трансплантации) может рассматриваться как метод достижения контролируемой виремии и коррекции иммунного статуса. Или же в указанной группе пациентов может рассматриваться вариант интенсификации режимов кондиционирования перед проведением ТГСК, что, возможно, способствовало эрадикации вирусных резервуаров в описанном случае "берлинского пациента" [40].

Одной из потенциальных причин неэффективности трансплантации ГСК с делецией CCR5 является возможная трансформация CCR5-тропного вируса в CXCR4-тропный подтип ВИЧ-1 [35]. Однако основным фактором возобновления виремии на фоне отмены АРТ после ТГСК считается сохранение резервуаров ВИЧ-инфекции. Основываясь на результатах проведения ТГСК у "берлинского пациента" и "бостонского пациента", среди причин активизации ВИЧ-инфекции рассматривают интенсивность и длительность режима кондиционирования, алло-ТГСК от донора с гомозиготной мутацией CCR5Δ32/Δ32, развитие реакции "трансплантат против хозяина" как возможного признака противовирусного иммунного ответа [64]. Тем не менее в экспериментальных работах L. Colonna и соавт. при проведении алло-ТГСК лабораторным животным отмечено снижение вирусной нагрузки в периферической крови, но в тканях, включая головной мозг, был обнаружен ВИЧ-1, несмотря на развитие РТПХ [64].

С другой стороны, среди основных осложнений при проведении ТГСК выделяют иммуноопосредованные реакции, в частности РТПХ. В случае ВИЧ-инфицированных пациентов необходимо определение адекватных методов профилактики РТПХ при возможности формирования потенциального противовирусного ответа и снижения вероятности инфекционных осложнений в посттрансплантационном периоде. Одним из методов профилактики РТПХ является α/β-деплеция Т-лимфоцитов. В исследовании J.T. Weinfurter и соавт. проведение алло-ТГСК с α/β-деплецией лабораторным животным, инфицированным CCR5-тропным ВИЧ-1, был достигнут химеризм на 85% и не наблюдалось развития РТПХ тяжелой степени. Обнаружено уменьшение содержания генома ВИЧ-1 в мононуклеарах периферической крови, но сохранялось присутствие вируса в лимфоидной ткани [65].

Заключение

Таким образом, ТГСК во многих случаях является безальтернативным методом лечения сопутствующих заболеваний у пациентов с ВИЧ-инфекцией. Помимо терапии вторичных заболеваний, ТГСК в сочетании с АРТ может рассматриваться в качестве метода элиминации одного из резервуаров ВИЧ-1 и достижения контроля вирусной нагрузки. В целях снижения вероятности повторного инфицирования ГСК целесообразно использовать клетки с естественной или искусственно индуцированной мутацией CCR5Δ32/Δ32. Ввиду высокой специфичности и возможности широкого применения система CRISPR/Cas-9 представляется одним из наиболее перспективных методов редактирования генома ГСК. Однако успешное проведение ТГСК с CCR5Δ32/Δ32 зачастую не обеспечивает эрадикацию вирусных резервуаров, что обусловливает реактивацию инфекционного процесса и необходимость возобновления АРТ.

Остаются неизученными факторы, способствующие устранению резервуаров ВИЧ-1. Среди потенциальных прогностических факторов можно выделить изначальный уровень вирусной нагрузки, тропность ВИЧ-1, интенсивность и длительность предтрансплантационного режима кондиционирования, наличие мутации CCR5Δ32/Δ32 в донорских клетках, а также успешность иммунной реконструкции. Агрессивность кондиционного лечения в ходе подготовки пациента к ТГСК, техническая сложность геномного редактирования, длительность иммуносупрессорного периода после ТГСК у пациента с потенциально сохраняющимися резервуарами ВИЧ на фоне увеличивающегося числа ЛЖВС требует определения четких показаний к проведению ТГСК (помимо сопутствующих заболеваний). Несмотря на имеющиеся сложности и опасения, возможность проведения ТГСК у ВИЧ-инфицированных пациентов может рассматриваться в качестве потенциального способа если не излечения, то достижения стойкой и длительной ремиссии ВИЧ-инфекции и требует дальнейшего изучения.

ЛИТЕРАТУРА

1. UNAIDS. 2022 Executive Summary - In Danger: UNAIDS Global AIDS Update 2022. 2022. P. 1-27.

2. Navarro J.T., Moltó J., Tapia G., Ribera J.M. Hodgkin lymphoma in people living with HIV // Cancers (Basel). 2021. Vol. 13, N 17. P. 43-66. DOI: https://doi.org/10.3390/cancers13174366

3. Castelli R., Schiavon R., Preti C., Ferraris L. HIV-related lymphoproliferative diseases in the era of combination antiretroviral therapy // Cardiovasc. Hematol. Disord. Drug Targets. 2020. Vol. 20, N 3. P. 175-180. DOI: https://doi.org/10.2174/1871529X20666200415121009

4. Noy A. Optimizing treatment of HIV-associated lymphoma // Blood. 2019. Vol. 134, N 17. P. 1385-1394. DOI: https://doi.org/10.1182/blood-2018-01-791400

5. Prator C.A., Donatelli J., Henrich T.J. From Berlin to London: HIV-1 reservoir reduction following stem cell transplantation // Curr. HIV/AIDS Rep. 2020. Vol. 17, N 4. P. 385-393. DOI: https://doi.org/10.1007/s11904-020-00505-2

6. Duarte R.F., Labopin M., Bader P., Basak G.W. et al.; European Society for Blood and Marrow Transplantation (EBMT). Indications for haematopoietic stem cell transplantation for haematological diseases, solid tumours and immune disorders: current practice in Europe, 2019 // Bone Marrow Transplant. 2019. Vol. 54, N 10. P. 1525-1552. DOI: https://doi.org/10.1038/s41409-019-0516-2

7. Pang A., Huo Y., Shen B., Zheng Y. et al. Optimizing autologous hematopoietic stem cell transplantation for acute leukemia // Stem Cells Transl. Med. 2021. Vol. 10. P. 75-84. DOI: https://doi.org/10.1002/sctm.21-0176

8. Al Hamed R., Bazarbachi A.H., Malard F. et al. Current status of autologous stem cell transplantation for multiple myeloma // Blood Cancer J. 2019. Vol. 9, N 4. P. 44. DOI: https://doi.org/10.1038/s41408-019-0205-9

9. Morè S., Corvatta L., Manieri V.M., et al. Autologous stem cell transplantation in multiple myeloma: where are we and where do we want to go? // Cells. 2022. Vol. 11, N 4. P. 60-66. DOI: https://doi.org/10.3390/cells11040606

10. Balassa K., Danby R., Rocha V. Haematopoietic stem cell transplants: principles and indications // Br. J. Hosp. Med. (Lond.). 2019. Vol. 80, N 1. P. 33-39. DOI: https://doi.org/10.12968/hmed.2019.80.1.33

11. Albert M.H., Slatter M.A., Gennery A.R. et al. Hematopoietic stem cell transplantation for Wiskott-Aldrich syndrome: an EBMT Inborn Errors Working Party analysis // Blood. 2022. Vol. 139, N 13. P. 2066-2079. DOI: https://doi.org/10.1182/blood.2021014687

12. Alexander T., Greco R., Snowden J.A. Hematopoietic stem cell transplantation for autoimmune disease // Annu. Rev. Med. 2021. Vol. 72. P. 215-228. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-med-070119-115617

13. Weisdorf D., Cooley S., Wang T. et al. KIR donor selection: feasibility in identifying better donors // Biol. Blood Marrow Transplant. 2019. Vol. 25, N 1. P. 28-32. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbmt.2018.08.022

14. Осипов Ю.C., Бессмельцев С.С., Салогуб Г.Н. и др. Инфекционные осложнения после гаплоидентичной трансплантации гемопоэтических стволовых клеток у пациентов с опухолями кроветворной и лимфоидной тканей высокого риска: опыт одного центра // Клиническая онкогематология. 2019. Т. 12, № 4. С. 406-415.

15. Handgretinger R. Negative depletion of CD3(+) and TcRαβ(+) T cells // Curr. Opin. Hematol. 2012. Vol. 19, N 6. P. 434-439. DOI: https://doi.org/10.1097/MOH.0b013e3283582340

16. Субботина Н.Н., Долгополов И.С., Попа А.В. и др. Гаплоидентичная трансплантация гемопоэтических стволовых клеток у детей с острыми миелоидными лейкозами: эволюция метода и собственные данные // Клиническая онкогематология. 2014. Т. 7, № 2. С. 131-136.

17. Sugita J. HLA-haploidentical stem cell transplantation using posttransplant cyclophosphamide // Int. J. Hematol. 2019. Vol. 110, N 1. P. 30-38. DOI: https://doi.org/10.1007/s12185-019-02660-8

18. Nagler A., Labopin M., Houhou M. et al. Outcome of haploidentical versus matched sibling donors in hematopoietic stem cell transplantation for adult patients with acute lymphoblastic leukemia: a study from the Acute Leukemia Working Party of the European Society for Blood and Marrow Transplantation // J. Hematol. Oncol. 2021. Vol. 14, N 1. P. 53. DOI: https://doi.org/10.1186/s13045-021-01065-7

19. Bazinet A., Popradi G. A general practitioner’s guide to hematopoietic stem-cell transplantation // Curr. Oncol. 2019. Vol. 26, N 3. P. 187-191. DOI: https://doi.org/10.3747/co.26.5033

20. Majhail N.S. Long-term complications after hematopoietic cell transplantation // Hematol. Oncol. Stem Cell Ther. 2017. Vol. 10, N 4. P. 220-227. DOI: https://doi.org/10.1016/j.hemonc.2017.05.009

21. Tsukamoto T. Hematopoietic stem/progenitor cells and the pathogenesis of HIV/AIDS // Front. Cell. Infect. Microbiol. 2020. Vol. 10. P. 60. DOI: https://doi.org/10.3389/fcimb.2020.00060

22. Weichold F.F., Zella D., Barabitskaja O. et al. Neither human immunodeficiency virus-1 (HIV-1) nor HIV-2 infects most-primitive human hematopoietic stem cells as assessed in long-term bone marrow cultures // Blood. 1998. Vol. 91, N 3. P. 907-915.

23. Ruiz M.E., Cicala C., Arthos J. et al. Peripheral blood-derived CD34+ progenitor cells: CXC chemokine receptor 4 and CC chemokine receptor 5 expression and infection by HIV // J. Immunol. 1998. Vol. 161, N 8. P. 4169-4176.

24. Carter C.C., Onafuwa-Nuga A., McNamara L.A. et al. HIV-1 infects multipotent progenitor cells causing cell death and establishing latent cellular reservoirs // Nat. Med. 2010. Vol. 16, N 4. P. 446-451. DOI: https://doi.org/10.1038/nm.2109

25. Sebastian N.T., Zaikos T.D., Terry V. et al. CD4 is expressed on a heterogeneous subset of hematopoietic progenitors, which persistently harbor CXCR4 and CCR5-tropic HIV proviral genomes in vivo // PLoS Pathog. 2017. Vol. 13, N 7. Article ID e1006509. DOI: https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1006509

26. Carter C.C., McNamara L.A., Onafuwa-Nuga A. et al. HIV-1 utilizes the CXCR4 chemokine receptor to infect multipotent hematopoietic stem and progenitor cells // Cell Host Microbe. 2011. Vol. 9, N 3. P. 223-234. DOI: https://doi.org/10.1016/j.chom.2011.02.005

27. Zaikos T.D., Terry V.H., Sebastian Kettinger N.T. et al. Hematopoietic stem and progenitor cells are a distinct HIV reservoir that contributes to persistent viremia in suppressed patients // Cell Rep. 2018. Vol. 25, N 13. P. 3759-3773.e9. DOI: https://doi.org/10.1016/j.celrep.2018.11.104

28. Wang C., Liu J., Liu Y. Progress in the treatment of HIV-associated lymphoma when combined with the antiretroviral therapies // Front. Oncol. 2022. Vol. 11. Article ID 798008. DOI: https://doi.org/10.3389/fonc.2021.798008

29. Krishnan A., Palmer J.M., Zaia J.A. et al. HIV status does not affect the outcome of autologous stem cell transplantation (ASCT) for non-Hodgkin lymphoma (NHL) // Biol. Blood Marrow Transplant. 2010. Vol. 16, N 9. P. 1302-1308. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbmt.2010.03.019

30. Díez-Martín J.L., Balsalobre P., Re A. et al.; European Group for Blood and Marrow Transplantation Lymphoma Working Party. Comparable survival between HIV+ and HIV- non-Hodgkin and Hodgkin lymphoma patients undergoing autologous peripheral blood stem cell transplantation // Blood. 2009. Vol. 113, N 23. P. 6011-6014. DOI: https://doi.org/10.1182/blood-2008-12-195388

31. Попова М.О., Рогачева Ю.А., Чекалов А.М. и др. LY-05. Проспективное исследование: аутологичная трансплантация гемопоэтических клеток у пациентов с лимфомами на фоне ВИЧ-инфекции // Клеточная терапия и трансплантация. 2022. T. 11, № 3. P. 1-7. DOI: https://doi.org/10.18620/ctt-1866-8836-2020-9-3-1-152

32. Афанасьев Б.В., Попова М., Бондаренко С. Аллогенная трансплантация гемопоэтических стволовых клеток у пациентов с острым лейкозом и ВИЧ-инфекцией, опыт Санкт-Петербурга // Клеточная терапия и трансплантация. 2015. T. 4, № 1-2. С. 30-35. DOI: https://doi.org/10.18620/1866-8836-2015-4-1-2-24-30

33. Hütter G., Zaia J.A. Allogeneic haematopoietic stem cell transplantation in patients with human immunodeficiency virus: the experiences of more than 25 years // Clin. Exp. Immunol. 2011. Vol. 163, N 3. P. 284-295. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1365-2249.2010.04312.x

34. Serrano D., Miralles P., Balsalobre P. et al. Graft-versus-tumor effect after allogeneic stem cell transplantation in HIV-positive patients with high-risk hematologic malignancies // AIDS Res. Hum. Retroviruses. 2013. Vol. 29, N 10. P. 1340-1345. DOI: https://doi.org/10.1089/AID.2013.0001

35. Лепик К.В., Попова М.O., Шакирова А.И. и др. Генная терапия на основе трансплантации гемопоэтических стволовых клеток с использованием сайт-специфического редактирования генома // Гены и клетки. 2016. Т. 11, № 2. С. 21-31.

36. Xiao T., Cai Y., Chen B. HIV-1 entry and membrane fusion inhibitors // Viruses. 2021. Vol. 13, N 5. P. 735. DOI: https://doi.org/10.3390/v13050735

37. Zhang C., Zhu R., Cao Q. et al. Discoveries and developments of CXCR4-targeted HIV-1 entry inhibitors // Exp. Biol. Med. (Maywood). 2020. Vol. 245, N 5. P. 477-485. DOI: https://doi.org/10.1177/1535370220901498

38. Weichseldorfer M., Tagaya Y., Reitz M. et al. Identifying CCR5 coreceptor populations permissive for HIV-1 entry and productive infection: implications for in vivo studies // J. Transl. Med. 2022. Vol. 20, N 1. P. 39. DOI: https://doi.org/10.1186/s12967-022-03243-8

39. Ling L., Hou J., Liu D. et al. Important role of the SDF-1/CXCR4 axis in the homing of systemically transplanted human amnion-derived mesenchymal stem cells (hAD-MSCs) to ovaries in rats with chemotherapy-induced premature ovarian insufficiency (POI) // Stem Cell Res. Ther. 2022. Vol. 13, N 1. P. 79. DOI: https://doi.org/10.1186/s13287-022-02759-6

40. Hütter G., Nowak D., Mossner M. et al. Long-term control of HIV by CCR5 Delta32/Delta32 stem-cell transplantation // N. Engl. J. Med. 2009. Vol. 360, N 7. P. 692-698. DOI: https://doi.org/10.1056/NEJMoa0802905

41. Gupta R.K., Abdul-Jawad S., McCoy L.E. et al. HIV-1 remission following CCR5Δ32/Δ32 haematopoietic stem-cell transplantation // Nature. 2019. Vol. 568, N 7751. P. 244-248. DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-019-1027-4

42. Смолянинов А.Б., Чечеткин А.В., Жаров Е.В. и др. Терапевтические возможности трансплантации гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови при ВИЧ инфекции 1 // Журнал инфектологии. 2013. № 4. C. 3-7.

43. Spellman S.R., Eapen M., Logan B.R. et al.; National Marrow Donor Program; Center for International Blood and Marrow Transplant Research. A perspective on the selection of unrelated donors and cord blood units for transplantation // Blood. 2012. Vol. 120, N 2. P. 259-265. DOI: https://doi.org/10.1182/blood-2012-03-379032

44. Rothenberger M., Wagner J.E., Haase A. et al. Transplantation of CCR5∆32 homozygous umbilical cord blood in a child with acute lymphoblastic leukemia and perinatally acquired HIV infection // Open Forum Infect. Dis. 2018. Vol. 5, N 5. Article ID ofy090. DOI: https://doi.org/10.1093/ofid/ofy090

45. Hsu J., Van Besien K., Glesby M.J. et al.; International Maternal Pediatric Adolescent AIDS Clinical Trials Network (IMPAACT) P1107 Team. HIV-1 remission and possible cure in a woman after haplo-cord blood transplant // Cell. 2023. Vol. 186, N 6. P. 1115-1126.e8. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cell.2023.02.030

46. Petz L.D., Redei I., Bryson Y. et al. Hematopoietic cell transplantation with cord blood for cure of HIV infections // Biol. Blood Marrow Transplant. 2013. Vol. 19, N 3. P. 393-397. DOI: https://doi.org/10.1016/j.bbmt.2012.10.017

47. Dobner J., Ramachandran H., Rossi A. Genome editing in translational medicine: an inventory // Front. Biosci. (Landmark Ed.). 2022. Vol. 27, N 8. P. 241. DOI: https://doi.org/10.31083/j.fbl2708241

48. Knipping F., Newby G.A., Eide C.R. et al. Disruption of HIV-1 co-receptors CCR5 and CXCR4 in primary human T cells and hematopoietic stem and progenitor cells using base editing // Mol. Ther. 2022. Vol. 30, N 1. P. 130-144. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2021.10.026

49. Holt N., Wang J., Kim K. et al. Human hematopoietic stem/progenitor cells modified by zinc-finger nucleases targeted to CCR5 control HIV-1 in vivo // Nat. Biotechnol. 2010. Vol. 28, N 8. P. 839-847. DOI: https://doi.org/10.1038/nbt.1663

50. Perez E.E., Wang J., Miller J.C. et al. Establishment of HIV-1 resistance in CD4+ T cells by genome editing using zinc-finger nucleases // Nat. Biotechnol. 2008. Vol. 26, N 7. P. 808-816. DOI: https://doi.org/10.1038/nbt1410

51. DiGiusto D.L., Cannon P.M., Holmes M.C. et al. Preclinical development and qualification of ZFN-mediated CCR5 disruption in human hematopoietic stem/progenitor cells // Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2016. Vol. 3. Article ID 16067. DOI: https://doi.org/10.1038/mtm.2016.67

52. Holt N., Wang J., Kim K. et al. Human hematopoietic stem/progenitor cells modified by zinc-finger nucleases targeted to CCR5 control HIV-1 in vivo // Nat. Biotechnol. 2010. Vol. 28, N 8. P. 839-847. DOI: https://doi.org/10.1038/nbt.1663

53. Mock U., Machowicz R., Hauber I. et al. mRNA transfection of a novel TAL effector nuclease (TALEN) facilitates efficient knockout of HIV co-receptor CCR5 // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43, N 11. P. 5560-5571. DOI: https://doi.org/10.1093/nar/gkv469

54. Mock U., Hauber I., Fehse B. Digital PCR to assess gene-editing frequencies (GEF-dPCR) mediated by designer nucleases // Nat. Protoc. 2016. Vol. 11, N 3. P. 598-615. DOI: https://doi.org/10.1038/nprot.2016.027

55. Romito M., Juillerat A., Kok Y.L. et al. Preclinical evaluation of a novel TALEN targeting CCR5 confirms efficacy and safety in conferring resistance to HIV-1 infection // Biotechnol. J. 2021. Vol. 16, N 1. Article ID e2000023. DOI: https://doi.org/10.1002/biot.202000023

56. Matsumoto D., Tamamura H., Nomura W. TALEN-based chemically inducible, dimerization-dependent, sequence-specific nucleases // Biochemistry. 2020. Vol. 59, N 2. P. 197-204. DOI: https://doi.org/10.1021/acs.biochem.9b00798

57. Jiang F., Doudna J.A. CRISPR-Cas9 structures and mechanisms // Annu. Rev. Biophys. 2017. Vol. 4. P. 505-529. DOI: https://doi.org/10.1146/annurev-biophys-062215-010822

58. Maganti H.B., Bailey A.J.M., Kirkham A.M. et al. Persistence of CRISPR/Cas9 gene edited hematopoietic stem cells following transplantation: a systematic review and meta-analysis of preclinical studies // Stem Cells Transl. Med. 2021. Vol. 10, N 7. P. 996-1007. DOI: https://doi.org/10.1002/sctm.20-0520

59. Mandal P.K., Ferreira L.M., Collins R. et al. Efficient ablation of genes in human hematopoietic stem and effector cells using CRISPR/Cas9 // Cell Stem Cell. 2014. Vol. 15, N 5. P. 643-652. DOI: https://doi.org/10.1016/j.stem.2014.10.004

60. Liu Z., Chen S., Jin X. et al. Genome editing of the HIV co-receptors CCR5 and CXCR4 by CRISPR-Cas9 protects CD4+ T cells from HIV-1 infection // Cell Biosci. 2017. Vol. 7. P. 47. DOI: https://doi.org/10.1186/s13578-017-0174-2

61. Xiao Q., Chen S., Wang Q. et al. CCR5 editing by Staphylococcus aureus Cas9 in human primary CD4+T cells and hematopoietic stem/progenitor cells promotes HIV-1 resistance and CD4+ T cell enrichment in humanized mice // Retrovirology. 2019. Vol. 16, N 1. P. 15. DOI: https://doi.org/10.1186/s12977-019-0477-y

62. Xu L., Yang H., Gao Y. et al. CRISPR/Cas9-mediated CCR5 ablation in human hematopoietic stem/progenitor cells confers HIV-1 resistance in vivo // Mol. Ther. 2017. Vol. 25, N 8. P. 1782-1789. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2017.04.027

63. Xu L., Wang J., Liu Y. et al. CRISPR-edited stem cells in a patient with HIV and acute lymphocytic leukemia // N. Engl. J. Med. 2019. Vol. 381, N 13. P. 1240-1247. DOI: https://doi.org/10.1056/NEJMoa1817426

64. Colonna L., Peterson C.W., Schell J.B. et al. Evidence for persistence of the SHIV reservoir early after MHC haploidentical hematopoietic stem cell transplantation // Nat. Commun. 2018. Vol. 9, N 1. P. 4438. DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-018-06736-7

65. Weinfurter J.T., D’Souza S.S., Matschke L.M. et al. Allogeneic MHC-matched T-cell receptor α/β-depleted bone marrow transplants in SHIV-infected, ART-suppressed Mauritian cynomolgus macaques // Sci. Rep. 2022. Vol. 12, N 1. Article ID 12345. DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-16306-z

Материалы данного сайта распространяются на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License («Атрибуция - Всемирная»)